1. Introducción

La introducción de especies invasoras en un nuevo entorno donde nunca antes habían estado puede tener los mismos efectos negativos en el ecosistema que la introducción de enfermedades exóticas, que pueden conducir a la pérdida de biodiversidad o incluso a la extinción de especies locales (1). En este sentido, se han reportado numerosos problemas en todo el mundo, como la pérdida de poblaciones de anfibios causada por Batrachochytrium dendrobatidis, un hongo transportado por la rana de garras africana (Xenopus laevis) (2), o el declive de la ardilla roja europea (Sciurus vulgaris) en el Reino Unido debido a un poxvirus transmitido por la ardilla gris americana (Sciurus carolinensis) (3). Además, las especies invasoras también pueden conducir a la aparición, o reemergencia, de enfermedades zoonóticas (4). Un ejemplo es el papel del coipo (Myocastor coypus) en la propagación de Leptospira zoonótica (5), o mapaches (Procyon lotor) como huéspedes de Baylisascaris procyonis, que causa enfermedades neurológicas y oculares en humanos (6).

Con respecto a la Clase Aves, se han reportado hasta 971 especies de aves introducidas en 230 países (7). Sin embargo, solo unos pocos estudios confirmaron la introducción de enfermedades por especies de aves exóticas, en su mayoría restringidas a casos esporádicos (8). La más relevante fue la exportación histórica de palomas asilvestradas (Columba livia) de los países mediterráneos. Se ha demostrado que esta especie sinantrópica es portadora de más de 110 patógenos zoonóticos (9); algunos de ellos en altas proporciones, como Campylobacter jejuni y Chlamydia psittaci (10). Otras especies exóticas portadoras de patógenos zoonóticos descritas en la literatura científica son el gorrión común (Passer domesticus), el estornino común (Sturnus vulgaris) y el zorzal común (Turdus philomelos) (8). Por lo tanto, las variables del estado de salud deben incluirse al realizar evaluaciones de riesgo de especies extranjeras para evaluar la introducción de nuevos agentes y los cambios en la epidemiología de los existentes (11).

En España, la población estimada de periquito monje (Myiopsitta monachus) estaba entre 18.980 y 21.455 en 2016 (13), mientras que la población de periquito de anillos rosados (Psittacula krameri) osciló entre 3.005 y 3.115 en 2015 (14). Desde entonces, las poblaciones de ambas especies han aumentado en gran medida. Por ejemplo, en la capital, Madrid, la población de periquitos monje creció de 7.248-8.193 en 2015 a 11.154-12.975 en 2019 (15). Aunque ambas especies son Psittacidae gregarios invasores en todo el mundo, los periquitos monje construyen nidos comunales que pueden ser utilizados por otras especies (13), lo que favorece la difusión, amplificación y propagación de numerosos patógenos, mientras que los periquitos de anillos rosados no lo hacen. En cambio, después de la temporada de apareamiento, los periquitos de anillos rosados se reúnen para posarse alcanzando bandadas de alta densidad que representan el mismo peligro que los nidos comunales. Sin embargo, existe una falta de conocimiento sobre los agentes infecciosos que pueden albergar ambas especies invasoras.

En este contexto, el objetivo de este estudio fue evaluar la presencia de agentes infecciosos zoonóticos y relacionados con la pérdida de biodiversidad en ambas especies, a saber, periquitos monje y periquitos de anillos rosados, procedentes de dos ciudades españolas densamente pobladas

2. Materiales y métodos

2.1. Muestras y áreas de estudio

Debido a la capacidad invasiva de los periquitos monje y los periquitos de anillos rosados, la legislación española incluye un programa de control de especies invasoras en el que la eliminación de nidos y la eutanasia de aves atrapadas de estas especies se consideran clave para reducir las poblaciones (12).

En primer lugar, el tamaño de la población de cada especie en las diferentes áreas de captura se estableció con base en estudios previos (16-19). Luego, las capturas de periquitos monje en Madrid se realizaron entre 2016 y 2017, mientras que las capturas de periquitos de anillos rosados en Sevilla tuvieron lugar entre 2019 y 2020. Las aves fueron atrapadas con señuelos de piso con redes de palmas y trampas para nidos. El tamaño del muestreo (periquitos monje = 21 y periquitos de anillos rosados = 60) fue suficiente para detectar una prevalencia mínima esperada de 13,2% y 4,8% en periquitos monje y periquitos de anillos rosados, respectivamente, para cada patógeno analizado (Tabla 1) (www.winepi.net).

Todas las aves capturadas fueron revisadas por un veterinario y muestreadas antes de la eutanasia para obtener el contenido cloacal por enema, según lo descrito por Vázquez (10). En resumen, se introdujo 1 ml de PBS estéril en la cloaca utilizando una pipeta Pasteur estéril e inmediatamente se aspiró. La muestra cloacal se transfirió a un microtubo de 2 ml y se diluyó a un volumen total de 2 ml para realizar análisis adicionales.

Procedimientos de manipulación cumplidos con la legislación europea (Directiva 2010/63/UE) y española (Real Decreto 53/2013). Para la recolección de muestras, no fue necesaria la aprobación ética, ya que las muestras se recolectaron en el marco de una intervención de control de enfermedades veterinarias, y el muestreo se realizó siguiendo las pautas de procedimiento estándar.

2.2. Detección de patógenos

Para cada muestra, la extracción de ARN y ADN se realizó simultáneamente del enema cloacal utilizando un método de filtración a presión (QuickGene DNA Tissue Kit S, Fujifilm Life Science, Tokio, Japón) y agregando un portador de ARN (20).

PCR en tiempo real (RT-PCRs) basadas en TaqMan^TM Se realizaron sondas para la amplificación parcial del gen incA de Chlamydia psittaci (21), el gen mapA de Campylobacter jejuni (23) y el gen Prot6e de Salmonella spp. (26). Las muestras positivas para C. psittaci fueron tipificadas por RT-PCR basado en Eva Green, con análisis de fusión de alta resolución (HRM) (22), que amplifica un fragmento parcial (274 pb) del gen ompA. Se buscó una confirmación positiva mediante la secuenciación de Sanger de los amplicones. Además, transcriptasa inversa en tiempo real (RT-rtPCR) basada en TaqMan^TM Se realizaron sondas para detectar el gen de la matriz del virus de la influenza aviar (AIV) (24) y el gen de la matriz del virus de la enfermedad de Newcastle (NDV) (25). Finalmente, se detectó E. coli zoonótica siguiendo el protocolo descrito anteriormente para la detección del gen de la intimina (eaeA) (27, 28). Se analizaron muestras positivas para el gen eaeA para evaluar la presencia de stx-1 (29) y stx-2 (28). Si la muestra era positiva para al menos uno de ellos, se consideraba cepa enterotoxigénica (STEC), pero si la muestra era negativa para ambos genes, se consideraba enteropatógena (EPEC) (20, 27). Los cebadores, las sondas y la metodología se resumen en la Tabla 2.

2.3. Análisis estadístico

Se aplicó una prueba no paramétrica (prueba U de Mann-Whitney) para establecer diferencias entre periquitos monje y periquitos de anillos rosados en presencia de cada agente. Las estadísticas se realizaron utilizando una aplicación informática disponible comercialmente (paquete de software SPSS 29.0; SPSS Inc., Chicago, IL, EE.UU., 2002).

3. Resultados

En total, se incluyeron 81 aves en el estudio: 21 periquitos monje y 60 periquitos de anillos rosados. Entre los periquitos monje, 23,8% fueron positivos para C. psittaci (5/21; IC 95% 5,6–42,0%). Los resultados de la secuenciación parcial del gen ompA revelaron que las muestras positivas podrían clasificarse como genotipos B, E o E/B. No se detectaron periquitos de anillos rosados positivos para C. psittaci (p < 0,001). Los AIV y los VEN se detectaron solo en periquitos de anillos rosados: 13,3 % fueron positivos para AIV (8/60: IC 95 % 4,7–21,9 %) y 3,3 % para NDV (2/60; IC 95 %: 0,0–7,9 %). En cuanto a la presencia de E. coli, el 9,5% de los periquitos monje fueron positivos para el gen de la intimina (eaeA) (2/21; IC 95% 0,0–22,1%), mientras que la prevalencia de este gen en periquitos de anillos rosados fue ligeramente mayor (15%; 9/60; IC 95 % 6,0–24 %). Todas las muestras positivas a eaeA se analizaron para detectar los genes stx-1 y stx-2, todos los cuales fueron negativos y, por lo tanto, cepas enteropatógenas (EPEC). Todas las muestras fueron negativas para Campylobacter jejuni y Salmonella spp. (Tabla 3).

Ninguna de las aves mostró signos clínicos compatibles con esos patógenos, por lo que las aves positivas se consideraron portadoras asintomáticas.

4. Discusión

Hasta donde sabemos, este es el primer estudio de agentes bacterianos y virales potencialmente zoonóticos presentes en Psittacidae invasores que viven en áreas urbanas. Los resultados demuestran que las especies invasoras, a saber, los periquitos monje y los periquitos de anillos rosados, pueden albergar patógenos zoonóticos como Chlamydia psittaci, AIV, NDV o EPEC.

4.1. Discusión sobre patógenos

4.1.1. Chlamydia psittaci

La prevalencia de C. psittaci detectada en periquitos monje estuvo en concordancia con estudios previos con individuos cautivos de la misma especie (30). Sin embargo, aunque los resultados son similares, es importante considerar que las condiciones del hábitat no son las mismas. En contraste con nuestros resultados, C. psittaci también se describió en periquitos de anillos rosados en estudios previos con diferentes tendencias de prevalencia, pero ninguno de esos estudios empleó PCR específica para la detección de C. psittaci (31, 32). Entre los genotipos de Chlamydia descritos para aves, todos los autores están de acuerdo en que el genotipo A es el más prevalente en Psittacidae (33, 34), mientras que los genotipos B, E y E / B son más comunes en palomas (35-37). Hasta donde sabemos, este es el primer genotipado de C. psittaci en periquitos monje en todo el mundo. La presencia de genotipos B, E o E/B en periquitos monje sugiere que las bacterias se han transmitido de palomas a periquitos en la dirección opuesta a la esperada. Las diferentes tendencias de prevalencia entre monje y periquitos de anillos rosados podrían deberse al comportamiento alimentario de cada especie y, por lo tanto, a sus interacciones con otras especies. Mientras que los periquitos monje se alimentan principalmente en el suelo (38), los periquitos de anillos rosados lo hacen en los árboles con mayor frecuencia (39). Alimentarse en el suelo les da a los periquitos monje la oportunidad de interactuar con palomas salvajes y luego compartir patógenos con ellos, principalmente respiratorios. C. psittaci es muy prevalente en palomas de Madrid (10), magnificando la transmisión entre palomas y periquitos monje. Para confirmar esta hipótesis, se podrían intentar varios enfoques. Un enfoque podría ser demostrar la presencia de C. psittaci en palomas de Sevilla. El otro enfoque podría ser genotipar muestras positivas de palomas. En este sentido, resultados inéditos obtenidos por nuestro grupo de investigación confirmaron la presencia de genotipos B, E y B/E en palomas de Madrid, que son los encontrados en el presente estudio, apoyando esta hipótesis. Sin embargo, se requiere un fuerte análisis filogenético, como la secuenciación del gen ompA completo, para demostrar esta posible transmisión.

4.1.2. Virus de la influenza aviar

La información sobre la gripe aviar en periquitos monje y de anillos rosados es escasa. Hasta donde sabemos, el presente estudio es el primero realizado sobre aves urbanas de vida libre. En periquitos monje, solo un estudio evaluó la presencia de AIV por ensayo de hemaglutinación en un periquito monje importado a Austria con un resultado negativo (47). En periquitos de anillos rosados, se notificaron dos aves cautivas positivas para cepas H9N2 durante el diagnóstico virológico de rutina de las aves importadas a Japón (48). Desafortunadamente, en nuestro estudio, los ensayos para la identificación de AIV altamente patógenos (es decir, variantes H5 o H7) no pudieron intentarse debido a la cantidad limitada de muestra.

4.1.3. Virus de la enfermedad de Newcastle

Del mismo modo, la literatura sobre el VEN en periquitos de monje y anillos rosados es antigua, y los estudios se realizaron mediante ensayos de serología; Por lo tanto, las muestras positivas solo confirmaron el contacto de los animales con el virus (49). Otros estudios centrados en Psittacidae mostraron resultados negativos para la detección del VEN (50, 51), con la excepción del estudio de la prevalencia del VEN en la India (52), donde encontraron dos muestras positivas de cuatro Psittaciformes analizadas. Desafortunadamente, no se disponía de datos sobre las especies analizadas. El presente estudio confirma la presencia del VEN en dos periquitos de anillos rosados. Desafortunadamente, la identificación de cepas velogénicas no se pudo intentar debido a la falta de una muestra. Tanto el AIV como el VEN son de declaración obligatoria en avicultura debido a sus graves repercusiones económicas y sanitarias, y las aves silvestres, como las palomas asilvestradas o los patos híbridos (Anas spp.), se consideran reservorios de ambos virus (10).

4.1.4. Escherichia coli

La E. coli diarreica (DEC) es una de las principales causas de diarrea humana, y las aves silvestres se han sugerido como reservorios potenciales para estos patógenos (45). Solo se han publicado unos pocos artículos sobre la detección de DEC en periquitos de monje y anillos rosados. En 1978, Graham y Graham no pudieron encontrar E. coli en las heces de siete periquitos monje cautivos por cultivo bacteriológico (46). Nuestros resultados mostraron que el 9,5% de los periquitos monje y el 15% de los periquitos de anillos rosados fueron positivos para EPEC, pero ninguna de las cepas se clasificó como STEC. Aunque existe una disparidad, es difícilmente comparable debido a la fecha de publicación, la técnica utilizada y el hábitat de las aves. Esto representa la primera descripción de EPEC en esas especies de Psittacine.

4.1.5. Campylobacter jejuni y Salmonella spp.

Finalmente, solo se han realizado pocos estudios sobre la presencia de Campylobacter jejuni y Salmonella spp. en periquitos monje o de anillos rosados (40-44). Nuestros resultados negativos concuerdan con los publicados anteriormente para ambas especies. Sin embargo, un estudio realizado en periquitos de rosa anillada confirmó una positividad del 67% para Campylobacter spp. con detección por PCR (41).

4.2. Debate general

Es importante destacar que el comportamiento gregario de cada especie contribuye a la propagación de patógenos a través de su ecosistema. Además, se ha observado coinfección en dos periquitos de anillos rosados, uno de los cuales es positivo para AIV y EPEC y el otro para AIV y NDV. En conclusión, el presente estudio se centra en patógenos con posibles efectos zoonóticos presentes en dos especies invasoras de Psittacidae y proporciona un enfoque para evaluar su riesgo para la salud en el ecosistema. El aumento de sus poblaciones en zonas verdes urbanas podría representar un peligro tanto para los seres humanos como para la biodiversidad debido a su papel como reservorios de patógenos zoonóticos. En este contexto, nuestros resultados resaltan la necesidad de programas de vigilancia y monitoreo para estas especies.

Declaración de disponibilidad de datos

Las contribuciones originales presentadas en el estudio se incluyen en el artículo / material complementario, las consultas adicionales pueden dirigirse al autor correspondiente.

Declaración ética

El estudio en animales fue revisado y aprobado por la Universidad Alfonso X El Sabio. Aprobación del Comité de Ética Institucional Número de referencia: 2023_3/181.

Contribuciones del autor

JL: diseño experimental y redacción de textos. MM: revisión de estilo y texto. CB: muestreo y revisión de textos. BM-M e IS: análisis de laboratorio de muestras, resultados y estadísticas. RG: muestreo. JO: revisión general. FE: diseño experimental, análisis de laboratorio de muestras, resultados y estadísticas. Todos los autores contribuyeron al artículo y aprobaron la versión presentada.

Financiación

Este estudio ha sido financiado por los Ayuntamientos de Madrid y Sevilla.

Conflicto de intereses

JL, CB, BM-M y RG son empleados del Servicio de Consultoría para la Recuperación y Ordenación de la Fauna y su Ambiente S.L.

Los autores restantes declaran que la investigación se realizó en ausencia de cualquier relación comercial o financiera que pudiera interpretarse como un posible conflicto de intereses.

Nota del editor

Todas las afirmaciones expresadas en este artículo son únicamente las de los autores y no representan necesariamente las de sus organizaciones afiliadas, o las del editor, los editores y los revisores. Cualquier producto que pueda ser evaluado en este artículo, o reclamo que pueda ser hecho por su fabricante, no está garantizado ni respaldado por el editor.

Referencias