Control de parásitos en el ganado: identificación de la infección

Control de parásitos en el ganado: identificación de la infección, FOTO TREMATODO

 

Control de parásitos en el ganado: identificación de la infección

  • Jacqueline Matthews sugiere técnicas de diagnóstico para mejorar el tratamiento y el manejo de los helmintos que afectan al ganado en la granja.

 

Los helmintos parásitos son una causa importante de pérdida de producción en el ganado.

Una serie de especies de gusanos pueden infectar al ganado. A menudo, el impacto de la infección es subclínico, con efectos negativos en el crecimiento y el rendimiento de leche. En las infecciones graves, se pueden desarrollar signos clínicos. En los sistemas de agricultura intensiva, se deben implementar medidas de control para reducir los niveles de infección por gusanos y reducir el impacto de la infección.

Durante varias décadas, el control ha dependido de la aplicación regular de antihelmínticos de amplio espectro; sin embargo, los tratamientos frecuentes con estos medicamentos han llevado al desarrollo de resistencia a los medicamentos.

Los informes han indicado que la resistencia antihelmíntica en los nematodos gastrointestinales está aumentando en todo el mundo. Aunque la resistencia es menos reconocida en el ganado vacuno que en los gusanos de oveja, las encuestas han identificado la resistencia a los medicamentos, especialmente en el parásito intestinal pequeño Cooperia oncophora. Por ejemplo, un estudio a nivel de la UE informó de una baja eficacia de la ivermectina y la moxidectina en más del 50 % de las granjas probadas en Alemania, Francia y el Reino Unido. Las especies de Cooperia fueron los gusanos identificados con más frecuencia después del tratamiento, y el gusano más patógeno Ostertagia ostertagi también se detectó en algunas granjas del Reino Unido y Alemania.

Además de estas tendencias preocupantes en los nematodos, la resistencia de Fasciola hepatica al flucicida más potente, el triclabendazol, es común en las poblaciones de ovejas en algunas partes del Reino Unido. Si bien se ha notificado principalmente un fracaso en el tratamiento en ovejas, ya que ambas especies hospedantes están infectadas con las mismas poblaciones de trematodos cuando se co-pastorean, es probable que también se produzca resistencia en el ganado. No hay nuevos compuestos antihelmínticos nuevos cerca de la comercialización para el ganado, por lo que una vez que se pierda la eficacia de los productos efectivos, podrían incurrir en pérdidas significativas a medida que aumenten los niveles de infección por gusanos.

Para reducir la presión de selección para la resistencia, es necesario adoptar enfoques basados en la evidencia para el control de gusanos. Esto requiere que se logre un equilibrio entre la aplicación de tratamientos para reducir los niveles de infección y minimizar la pérdida de producción, con la necesidad de preservar la eficacia antihelmíntica. Debido a las diferencias locales en la prevalencia y el manejo de helmintos, los planes de control deben desarrollarse granja por granja, que impliquen la aportación directa de un veterinario o un asesor de salud animal cualificado. Para desarrollar planes efectivos, se requiere conocimiento de la epidemiología y de la historia de cada granja, respaldado por pruebas de diagnóstico para ayudar a construir una imagen de:

  • las probables amenazas de parásitos
  • qué población es más susceptible a la infección
  • sensibilidad antihelmíntica de las poblaciones de parásitos presentes

Los programas de control deben contener una combinación de tratamientos dirigidos dirigidos por el diagnóstico, combinados con tratamientos estratégicos para todos los grupos en algunas poblaciones en ciertas épocas del año. Los programas deben incluir estrategias de gestión del pastoreo que tengan como objetivo romper los ciclos de vida de los gusanos para reducir la infección en el medio ambiente. Este artículo revisa los diagnósticos en los programas de control de helmintos en las granjas ganaderas del Reino Unido.

Gusanos a tener en cuenta para las pruebas de diagnóstico

En el Reino Unido, los helmintos más comunes que se encuentran son los nematodos gastrointestinales, O ostertagi y C oncophora, la principal causa de gastroenteritis parasitaria.

El gusano abomasal O ostertagi es el más patógeno, y los programas de control deben garantizar que esta especie no se acumula en cargas significativas en las crías.C oncophora es menos patógena, pero algunos estudios han demostrado que este gusano puede causar pérdida de peso cuando las cargas son altas.

Otras especies de nematodos menos prevalentes pueden estar presentes junto con estas; la coinfección aumenta las pérdidas de producción incurridas. En algunas regiones, el gusano pulmonar bovino Dictyocaulus viviparus es un patógeno importante de los terneros y el ganado adulto sin gusanos. Esto puede causar dificultad respiratoria grave y una pérdida de producción significativa. El gusano del pulmón es más común en las regiones occidentales más húmedas y los brotes pueden ser impredecibles.

Hasta que se expongan a una infección natural o a la vacunación, todo el ganado corre el riesgo de contraer enfermedades. D viviparus debe sospecharse con tos o signos respiratorios en el ganado en la hierba, especialmente en los terneros de pastoreo de primera temporada. Puede causar enfermedades y pérdidas en el ganado adulto, y el coste de un brote se estima en 111 € (99 £) por vaca (Bovilis, 2018). Una vez expuesto, el ganado desarrolla inmunidad, pero posteriormente puede desarrollar enfermedades si la inmunidad disminuye, especialmente cuando la infectividad de los pastos es alta. Las granjas con antecedentes de gusano pulmonar deben considerar la vacunación como parte integral de su programa de control.

Fasciola hepatica (ramatoda hepática) es una causa importante de pérdida de producción en el ganado del Reino Unido, causando una reducción del rendimiento de leche, un crecimiento deficiente y una menor fertilidad. En algunas regiones, el rumen fluke Calicophoron daubneyi está presente. Esta especie generalmente no causa signos clínicos. Cuando se ha notificado la enfermedad, se ha asociado con altas cargas de larvas inmaduras que causan diarrea y mal ahorro en el ganado joven. El hígado y el rumen fluke a menudo se encuentran juntos y, debido a que sus huevos son similares, pueden producirse diagnósticos erróneos.

Es importante discriminar a la especie mediante pruebas de diagnóstico, ya que solo se puede utilizar oxiclozanida para tratar el trematodo de rumen. Ambos trematodos tienen ciclos de vida indirectos, que implican la amplificación en un huésped de caracol acuático, por lo que su distribución geográfica está asociada con la proximidad a las masas de agua y los humedales. El trematodo hepático es, con mucho, la amenaza clínica más importante para el ganado.

Pruebas de diagnóstico para apoyar el control basado en pruebas

Se pueden utilizar varios tipos de pruebas para detectar infecciones por gusanos, algunas de las cuales son útiles para investigar la eficacia antihelmíntica. Estos se resumen en el cuadro 1.

Tabla 1. Pruebas comúnmente utilizadas para detectar infecciones por helmintos en el ganado vacuno
Prueba de diagnóstico Titulares
Prueba de recuento de óvulos fecales • Diferentes métodos para nematodos y trematodos (taciones versus técnicas de sedimentación).
• Buena prueba para distinguir diferentes tipos de huevos trematodos.
• La prueba no detecta infecciones prepatentes.
• La prueba se puede utilizar para las pruebas de eficacia.
Análisis de pepsinógenos plasmáticos • Prueba utilizada para detectar la ostertagiosis en bovinos jóvenes.
• No es específico.
• Prueba sin valor en ganado adulto.
Prueba de Baermann • Prueba para detectar larvas de gusano pulmonar en muestras fecales.
• La sensibilidad puede ser baja, pero el uso de un gran volumen (más de 30 g) de heces bien mezcladas mejora la sensibilidad.
• La prueba no detecta la infección previa a la patente.
Prueba de coproantígeno • La prueba detecta antígenos de trematodo hepático en las heces.
• La prueba se puede utilizar para las pruebas de eficacia.
Análisis de anticuerpos • Varias pruebas disponibles para detectar anticuerpos específicos del gusano en el suero o la leche.
• La prueba no informa sobre el nivel de infección.
• La prueba es buena para el análisis basado en la población.
• La prueba no tiene ningún valor en las pruebas de eficacia.

Las pruebas de diagnóstico deben ser sensibles, específicas y repetibles. Reflexiona sobre ellos cada vez que se considere una prueba.

Análisis fecal

Las infecciones por helmintos patentes se pueden detectar examinando muestras fecales para detectar la presencia de huevos de gusano. Las pruebas de recuento de huevos abarcan los métodos de flotación para detectar huevos de nematodos y métodos de sedimentación para detectar huevos de trematodos. Las pruebas de recuento de huevos fecales (FEC) son muy útiles para medir el desprendimiento de huevos con el fin de proporcionar información sobre:

  • investigación de la dinámica de la infección por gusanos y la posible contaminación de los pastos durante una temporada de pastoreo
  • diagnóstico diferencial de diarrea y/o pérdida de peso en ganado joven que pasta
  • identificar qué animales contribuyen más a la contaminación de los pastos proporcionando un criterio de selección para el tratamiento antihelmíntico selectivo para reducir la desprendimiento de huevos
  • estimar la eficacia antihelmíntica

Las pruebas de FEC no tienen ningún valor en la detección de la infección previa a la patente, por lo que no se pueden utilizar para detectar enfermedades tempranas. Los niveles de desprendimiento de huevos de gusano no se correlacionan bien con la carga total: solo proporcionan una indicación de la presencia de hembras adultas productoras de huevos, ni se correlacionan linealmente con el aumento de peso vivo en el ganado joven. La mayoría de las especies de nematodos no se pueden identificar en la morfología de los huevos.

Para la identificación, los huevos deben cultivarse en larvas para su clasificación; sin embargo, en la práctica, es poco probable que se requiera la identificación de especies, a menos que se realice una evaluación detallada de la eficacia antihelmíntica. Por el contrario, los huevos de trematodo de hígado se pueden diferenciar de los huevos de trematodo de rumen en función del color; los huevos de trematodo de rumen se identifican como un huevo más pálido en comparación con el color dorado de los huevos de trematodo hepático (figura 1).

 

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Figura 1. Muestra fecal que contiene un huevo de trematodo de rumen (izquierda) y un huevo de trematodo de hígado (derecha).

 

Las pruebas de FEC indican la concentración aproximada de huevos en el estiércol en el momento del muestreo. Para evaluar la contaminación diaria total, los resultados del huevo por gramo (EPG) se pueden multiplicar por el peso fresco de las heces producidas cada día. El ganado excreta aproximadamente un 5 % de peso vivo en las heces cada día, por lo que se estimaría que un ternero de 200 kg con una FEC de 200 EPG desprendería 2.000.000 de huevos de gusano en un día.

Para los nematodos, las pruebas de FEC se pueden utilizar desde finales de primavera hasta verano en terneros de pastoreo de primera temporada para identificar los niveles de contaminación en los pastos e informar las decisiones de gestión y las aplicaciones de tratamiento. El valor de estas pruebas para guiar las decisiones de tratamiento en vacas ordeñadoras se ha indicado en estudios, en los que se compararon diferentes pruebas (prueba deFEC versus análisis plasmático de pepsinógeno versus detección de anticuerpos O ostertagi) en vacas posparto (Mejía et al, 2011). Cuando las vacas se dividieron en función de la eliminación de huevos de gusano (EPG de 0 frente a más de 0), se encontró una diferencia significativa (aproximadamente 800 litros de leche/vaca/lactancia).

La medición del pepsinógeno plasmático y los anticuerpos específicos de Ostertagino proporcionó datos informativos para los tratamientos dirigidos. El análisis del recuento de huevos nematodos en el alojamiento no tiene valor porque las etapas de desarrollo que necesitan una orientación antihelmíntica en otoño para evitar la ostertagiosis tipo 2 son las larvas.

Los huevos de Helminth no se distribuyen uniformemente en las heces, así que asegúrese siempre de que las muestras tomadas para su análisis sean representativas. Esto se puede lograr tomando de tres a cuatro submuestras de una pila de estiércol, preferiblemente de 10 g a 14 g (el valor de una cuchara de servicio de postre colmada) en total y mezclándolas en el recipiente de transferencia.

A medida que los huevos eclosionan rápidamente a temperaturas cálidas, las muestras deben tomarse lo más frescas posible (idealmente, dentro de una hora posteriores a la excreción) y transferirse al laboratorio en un plazo de 48 horas. Para reducir la eclosión de huevos (y la subestimación de la FEC), las muestras deben transferirse en recipientes sin aire: una bolsa de plástico sellada con todo el aire excluido o un recipiente duro lleno hasta la parte superior. Si las muestras no van inmediatamente al laboratorio, deben mantenerse frescas (40 °C). En el laboratorio, las heces deben mezclarse bien antes de tomar cualquier submuestra para pesar.

Se debe utilizar un método sensible para reducir la variabilidad inherente introducida mediante el uso de factores de multiplicación para alcanzar el valor estimado de EPG. Se utiliza un gran factor de multiplicación (como ×50 y ×100) en el método de recuento de huevos nematodos más común utilizado en la práctica, la prueba McMaster modificada. Hay varios protocolos disponibles para mejorar la sensibilidad de los métodos de flotación para contar los huevos nematodos, que incluyen FLOTAC que tiene un límite mínimo de detección de huevos de 5 EPG o FECPAKG2, sensible a 20 EPG. Para el ganado mayor, que a menudo tiene un bajo desprendimiento de huevos de gusano, se recomienda utilizar un método con un límite mínimo de detección de huevos de 1 EPG a 10 EPG.

Los huevos Fluke se pueden contar utilizando varios métodos de sedimentación. Estos son útiles para distinguir el trematodo hepático del trematodo rumen, pero consumen mucho tiempo y solo detectan una infección patente. Durante el período previo a la patente de 10 a 12 semanas, se producen falsos negativos. La excreción de huevos de trematoma hepática es intermitente y los huevos se pueden retener en la vesícula biliar, lo que aumenta aún más el potencial de resultados falsos negativos. La sensibilidad de los métodos de sedimentación estándar para los huevos de F hepatica varía del 30 % al 70 %, dependiendo del protocolo, el volumen de heces examinadas y el nivel de infección en la población. Al examinar más de 30 g de heces, la sensibilidad a las pruebas se puede aumentar al 90 % (Rapsch et al, 2006).

Una alternativa a los métodos de recuento de huevos de sedimentación es la prueba de «coproantígeno», que mide los antígenos F hepatica presentes en las heces utilizando anticuerpos. Cuando se desarrolló por primera vez como herramienta de investigación (Mezo et al, 2004), se informó que esta prueba era 100% sensible en la detección de bovinos infectados con dos o más F hepatica y demostró ser específica. Se ha desarrollado comercialmente una adaptación de esta prueba.

El rendimiento del protocolo comercial fue evaluado por Mazeri et al (2016), quienes informaron de estimaciones de sensibilidad de aproximadamente el 77 % en diferentes estaciones, similares a los resultados reportados en Australia (Palmer et al, 2014). Usando un corte más bajo (corte del fabricante ×0,67), Palmer et al (2014) demostraron que la sensibilidad podría aumentarse al 87 %. Ambos estudios informaron de una alta especificidad con aproximadamente el 99 %. Los resultados, hasta ahora, sugieren que la prueba de coproantígeno F hepatica no reacciona de forma cruzada con los antígenos C daubneyi.

En todos los casos, los datos de la FEC deben interpretarse en el contexto de una evaluación del riesgo para la gravedad probable de la contaminación/infección junto con el historial de pastos, la edad animal, el nivel de producción y la época del año.

Pruebas de eficacia

Para los nematodos, la prueba de reducción de la FEC (FECRT) es el método de elección para evaluar la eficacia antihelmíntica. Los estudios han demostrado que la absorción en las granjas ganaderas del Reino Unido es muy baja (Easton et al, 2018). Es necesario hacer más esfuerzo para probar la sensibilidad antihelmíntica, especialmente cuando existe la sospecha de que los tratamientos no son tan eficaces como antes.

Como «mirar», se pueden tomar muestras fecales de una a dos semanas después del tratamiento de aproximadamente 10 animales que pastan juntos. Esto proporciona una estimación aproximada de la eficacia de los medicamentos. Si se identifica una FEC positiva después del tratamiento, se debe realizar un FECRT. Aquí, tome muestras individuales de tantos animales como sea posible (más de 15).

Idealmente, cada uno debería tener una FEC de más de 100 EPG en el tratamiento. Administrar antihelmínticos al 100% al 110 % de la dosis recomendada, y muestrear estiércol en el tratamiento y de 10 a 17 días después, dependiendo del antihelmíntico (10 días después de los bencimidazoles, 14 a 17 días después de otras clases).

Se calcula el porcentaje medio de reducción de la FEC obtenida comparando los recuentos del día 0 y del día 14 al 17 y se informa de la resistencia si los valores porcentuales caen por debajo de 95. La interpretación de los datos a menudo se ve afectada por la baja pérdida de huevos de gusano y la alta agregación de FEC en el ganado, es decir, la mayoría de los animales tienen cero/bajo FEC y una minoría (menos del 20%) tiene recuentos más altos, más de 200 EPG. Para superar esto, se debe utilizar un método con un límite mínimo de detección de óvulos de 10 EPG. Esta prueba no permite la definición de especies de nematodos; el cultivo fecal se puede hacer para generar larvas para proporcionar información sobre qué especies sobreviven al tratamiento.

¿A la piscina o no a la piscina?

Debido a que los FECRT requieren mucha mano de obra y son relativamente caros, tienen poca absorción. Para reducir los costes, se pueden contar las muestras agrupadas. Un estudio de EE. UU. examinó esto en busca de huevos de nematodos utilizando 14 grupos de ganado que comparaban el muestreo individual y agrupado (George et al, 2017). Se produjo poca diferencia en la FEC media reportada, con un acuerdo del 98 % entre la FEC media basada en los recuentos individuales y el recuento agrupado.

Existe un acuerdo de más del 95 % en el nivel de eficacia notificado entre los métodos. El uso de la agrupación redujo el número de pruebas realizadas en un 79 %. Idealmente, a menos que se suministre una herramienta calibrada para medir muestras en el sitio, las heces deben presentarse individualmente y pesarse para su puesta en común en un laboratorio (Panel 1).

Panel 1. Resumen del muestreo agrupado para las pruebas de eficacia (adaptado de George et al, 2017).

1. Recoger muestras frescas de un mínimo de 15 animales, siempre que sea posible.

2. Se deben muestrear los mismos animales antes y después del tratamiento (para el intervalo, véase el texto principal). Si no se obtiene una muestra de un animal original después del tratamiento, no utilice el primer recuento de huevos fecales (FEC) para calcular la eficacia.

3. Recoger y transferir muestras individuales a 40 °C.

4. Mezclar cada muestra a fondo (idealmente con un homogeneizador) durante 15 segundos en el laboratorio.

5. Para agrupar muestras, pesar 1 g de heces de cada animal y combinarlas en un solo recipiente.

6. Mezcla bien la muestra agrupada (idealmente con un homogeneizador) durante un minuto.

7. Cuenta la muestra agrupada utilizando el método seleccionado. El análisis estadístico sugiere que se debe contar un mínimo de 140 huevos en la muestra previa al tratamiento para proporcionar validez estadística de la FEC media. Por lo tanto, los portaobjetos/cámaras repetidos deben leerse en el recuento previo al tratamiento hasta que se cuente un total de 140 huevos, con todos los huevos contados en el portaobjetos/cámara final. Registre el número de diapositivas/cámaras utilizadas y se cuenta el mismo número de diapositivas/cámaras en el recuento posterior al tratamiento. Por ejemplo, cuente la diapositiva uno antes del tratamiento y la diapositiva dos hasta que se alcancen 140 huevos (use el total de la diapositiva final: por ejemplo, si 56, 56, 50 huevos se cuentan en tres portaobjetos/cámaras, use 162 huevos como total y luego multiplique el total usando múltiplo para el método para estimar EPG). Contar el mismo número de diapositivas en el análisis posterior al tratamiento. Cuenta el número total de huevos en todas las diapositivas y multiplícalos usando un múltiplo para que el método calcule EPG.

8. Calcula el porcentaje de reducción de la FEC como:

[(FEC compuesto previo al tratamiento (EPG) – FEC compuesto posterior al tratamiento (EPG))
+ PRE-tratamiento compuesto FEC (EPG)] × 100

Prueba de eficacia contra la trematodo hepático

Para el trematodo hepático, la prueba de coproantígeno ha sido evaluada para las pruebas de eficacia y ha demostrado ser prometedora, con un estudio que los niveles de antígeno de trematodo disminuyen a los siete días de tratamiento con triclabendazol (Brockwell et al, 2013). Esta prueba es más rápida que un FECRT utilizando métodos de sedimentación estándar, que requieren tres semanas antes de que se realice el segundo muestreo para tener en cuenta los huevos de trematodo que se liberan del trematodo adulto muerto o de la vesícula biliar.

Baermannización para larvas de gusano pulmonar

Los antecedentes clínicos de tos en el ganado en la hierba a partir de mediados del verano son muy indicativos de infección por D viviparus. La detección de larvas de primera etapa (L1) en muestras fecales mediante la técnica Baermann puede apoyar el diagnóstico. Los L1 están presentes en el estiércol fresco y tienen de 300 μm a 450 μm de largo y aproximadamente 25 μm de ancho. Contienen gránulos oscuros en sus células intestinales. Se requiere un mínimo de 10 g (idealmente 30 g) de heces bien mezcladas para la prueba, que no detecta la infección prepatente.

La prueba no es particularmente sensible, especialmente utilizando volúmenes más bajos de estiércol, y los recuentos negativos de L1 no excluyen la infección cuando se sospecha clínicamente. Los casos pueden presentarse en las fases prepatente y post-patente, o pueden haber estado expuestos previamente (síndrome de reinfección), y en estos L1 no se detectarán en muestras fecales.

Otras pruebas
Pruebas basadas en anticuerpos

Los diagnósticos basados en la detección de anticuerpos específicos del gusano en el suero o la leche están disponibles para algunos helmintos. Estos ensayos indican exposición, no proporcionan una medida precisa de la infección y pueden asociarse con resultados falsos positivos. No sirven para evaluar la eficacia.

Se han desarrollado pruebas que miden anticuerpos específicos en el suero y/o la leche para detectar la exposición a O ostertagi, D viviparus y F hepatica. Estos son valiosos para estudiar la infección a nivel de la población o para investigar la prevalencia. Las pruebas de muestras de leche a granel han sido útiles en estudios de investigación para informar sobre los factores de riesgo de exposición a F hepatica en el ganado lechero, y las lluvias más altas asociadas, el pastoreo húmedo, la presencia de ganado vacuno, el acceso a arroyos/estanques y el tamaño más pequeño del rebaño con un mayor riesgo de exposición.

Estas pruebas también son útiles para establecer si los grupos de ganado han estado expuestos a infecciones por trematodos o nematodos durante un período de pastoreo e informar sobre el tratamiento futuro o, en el caso de D viviparus, las estrategias de vacunación. Se pueden utilizar para dar una visión a largo plazo sobre la eficacia de las medidas de control; por ejemplo, en animales previamente infectados a los que se les dio un flucicida y luego se traslada a pastos sin trematodos. Un anticuerpo específico exitoso debería tardar varios meses (de tres a seis) en caer y esto se puede controlar detectando anticuerpos anti-F hepáticos en muestras de leche a granel.

Datos del matadero

La inspección de los hígados de ganado en los mataderos europeos es obligatoria. Los datos de inspección hepática se pueden utilizar en la práctica para proporcionar información sobre los niveles de infección en una granja y ofrecen una herramienta útil para evaluar la eficacia de los programas de control.

Estrategias de control integradas que utilizan diagnósticos para apoyar las decisiones en la granja

Cada año se debe elaborar un plan específico de la granja con el objetivo de dirigirse a los antihelmínticos cuando sea necesario basado en la epidemiología del parásito, los factores locales (ubicación, historia clínica, temporada, clima y tipo/edad de la población) y respaldado por los resultados de las pruebas de diagnóstico.

Para los nematodos, el ganado de la primera y segunda temporada de pastoreo son el foco para el control de gusanos. En la primera temporada, el riesgo de desarrollar enfermedades depende de cuándo nacieron los terneros y de si copastorean con sus madres. Los grupos de mayor riesgo son los terneros destetados en pastos pastados por el ganado en los 12 meses anteriores.

Los tratamientos para todos los grupos se pueden administrar estratégicamente (a partir de las tres semanas posteriores a la participación) en la primera mitad de la temporada (para reducir la contaminación); la frecuencia del tratamiento dependerá de la persistencia de la formulación antihelmíntica utilizada. La aplicación de antihelmínticos efectivos en esta etapa reduce la pérdida de huevos nematodos hasta mediados del verano, cuando la mayoría de las larvas invernadas habrán muerto. Tenga en cuenta que los tratamientos para todos los grupos proporcionan una fuerte presión de selección para la resistencia a los medicamentos.

Alternativamente, la decisión de tratar a los terneros en el pastoreo se puede tomar en el seguimiento del crecimiento y el análisis de la FEC. El aumento de peso vivo es un buen indicador de infección (donde hay una nutrición adecuada y no hay otra enfermedad), por lo que el seguimiento regular es clave para evaluar si se requieren tratamientos. El pesaje puede estar respaldado por el análisis de la FEC para controlar la contaminación y la eficacia de las medidas de control.

Después del pastoreo, los terneros de pastoreo de la primera temporada requerirán un tratamiento para todos los grupos para dirigirse a las larvas de ostertagi en el abomaso. Cuando se ha percibido que el riesgo de contaminación de los pastos es alto, este tratamiento también puede ser necesario en los pastadores de segunda temporada. Las lactonas macrocíclicas son el antihelmíntico de elección para el tratamiento de la vivienda, ya que otras clases no tienen actividad contra todas las etapas de las larvas de Ostertagi. Las lactonas macrocíclicas también tendrán actividad contra los ectoparásitos comunes, lo que puede plantear un problema en el alojamiento.

El tratamiento con la lactona macrocíclica eprinomectina es popular en las granjas lecheras debido a su período de extracción de leche de día cero. Sin embargo, no se recomienda el uso general de antihelmínticos en vacas de ordeño, ya que no todos los animales tienen cargas de gusanos que requieran tratamiento; un estudio mostró que el beneficio de tratar a las vacas de ordeño está asociado con el nivel de infección individual, que se puede evaluar mediante pruebas de FEC (Verschave et al, 2014).

Como el ganado generalmente no desarrolla inmunidad a la trematoda hepática, se deben tener en cuenta todas las edades de los animales para el tratamiento. Las metacercarias infecciosas alcanzan los niveles máximos de pastos en otoño, por lo que la vivienda es un momento importante para considerar el tratamiento, especialmente después de las estaciones húmedas, que promueven la supervivencia y el desarrollo de los caracoles.

A diferencia de las lactonas macrocíclicas, los flucicidas no tienen actividad persistente después del tratamiento y los animales pueden reinfectarse rápidamente de pastos contaminados; por lo tanto, se deben administrar tratamientos antifluke después del alojamiento. Aparte del triclabendazol, los flucicidas no son muy eficaces contra los trematodos inmaduros. Debido a problemas de resistencia, el uso de triclabendazol debe ser limitado en el ganado donde se pueden dirigir infecciones crónicas, con la excepción de las poblaciones jóvenes en pastos de alto riesgo o los animales con infección aguda en otoño.

En consecuencia, se deben aplicar otros flucicidas seis semanas después del alojamiento para permitir que los trematodos ingeridos al final de la temporada de pastoreo se desarrollen a una etapa en la que sean sensibles al desparasiador. La mayoría de los flucicidas disponibles en el Reino Unido no tienen licencia para ordeñar vacas, y los períodos de extracción de la leche pueden ser sustanciales. La información sobre los flucicidas para el ganado lechero está disponible en Control de Gusanos de Forma Sostenible (2017).

Más adelante en el período de alojamiento, las pruebas de trematodo en el hígado pueden ayudar a detectar infecciones residuales para guiar la aplicación de flucicidas antes de la participación (reduciendo así la contaminación de los pastos la temporada siguiente). Una prueba de sedimentación fecal aquí tiene la ventaja de detectar trematodos de rumen y huevos de trematodos. Los animales solo deben recibir tratamiento para el trematodo de rumen después de una prueba de FEC positiva. La oxiclozanida debe aplicarse con asesoramiento veterinario cuando se haya realizado un diagnóstico.

Los inviernos suaves facilitan la supervivencia de los caracoles infectados por trematodos. Esto puede provocar infecciones a principios de la temporada de pastoreo. En estas circunstancias, los animales pueden someterse a pruebas de infección (prueba de EFEC, prueba de coproantígeno) aproximadamente 12 semanas después de la participación para informar sobre la necesidad de aplicar el tratamiento. En las granjas donde ya se ha identificado una infección grave, un tratamiento eficaz con flucicida de dos a tres meses después de la participación puede ayudar a reducir la contaminación y la posterior infección por caracoles durante el resto del año.

Como se ha indicado, la vacunación contra el gusano pulmonar debe realizarse en granjas con antecedentes de infección por este parásito. En otros casos, se pueden utilizar análisis de Baermann (en brotes de enfermedades) y pruebas de anticuerpos (para detectar infecciones a nivel de la población) para informar si se requiere vacunación.

Los terneros de primer año deben vacunarse cada año. El parásito se puede controlar utilizando antihelmínticos de amplio espectro, pero esto es arriesgado en áreas endémicas debido a la naturaleza impredecible de la transmisión y relativamente pocas larvas pueden causar signos clínicos.

De hecho, los tratamientos repetidos con antihelmínticos persistentes eficaces pueden limitar la exposición a antígenos de gusano pulmonar hasta tal punto que los animales sigan siendo susceptibles más allá de su primera temporada. En estos casos, puede ser necesaria la vacunación antes de la participación en la segunda temporada de pastoreo si se sospecha o se demuestra la exposición a parásitos mediante pruebas.

En todos los casos, el riesgo de enfermedad de helmintos se puede reducir evitando el pastoreo contaminado. Los pastos de bajo riesgo, como los campos de nueva cabeza de serie, las secuelas (no pastados desde el año anterior) y los pastos no pastados por el ganado durante más de un año, deben ser priorizados para las poblaciones más jóvenes susceptibles. El pastoreo mixto/alternativo con ovejas puede reducir la infectividad de las infecciones por nematodos, pero esto puede aumentar el riesgo de trematodos en el hígado. Tenga en cuenta que los campos descansados durante un año que contienen hábitats de caracoles plantean un riesgo de fasciolosis, y se deben tomar medidas para reducir la infección ambiental con caracoles cercando las áreas húmedas y/o mejorando el drenaje.

Las pruebas de FEC se pueden utilizar para apoyar las decisiones de tratamiento en cuarentena, o se pueden tomar muestras fecales de dos a tres semanas después de un tratamiento general de cuarentena para evaluar si los antihelmínticos han sido eficaces en la reducción desprendimiento de huevos nematodos. En el caso de F hepatica, las acciones de cuarentena deben adoptar un enfoque basado en el riesgo y un tratamiento con productos no trilabardazoles administrados si se sospecha o detecta trematodo por las pruebas de FEC, coproantígenos o anticuerpos en el ganado entrante. Dado que los huevos de trematodo hepático se pueden excretar hasta tres semanas después de un tratamiento eficaz, el ganado nuevo debe mantenerse fuera de los pastos durante cuatro semanas (Tabla 2).

 

Tabla 2. Cómo se pueden utilizar las pruebas de diagnóstico en los planes integrados de control de gusanos en las granjas ganaderas
Resultado u observación de la prueba Acción
Pérdida de peso (especialmente en terneros de primera temporada) ¿Recuento de óvulos fecales (FEC)? Tratar para nematodos.
Toser en la hierba Prueba y tratamiento de Baermann para el gusano pulmonar. ¿Implementar un programa de vacunación?
Prueba de FEC de nematodos + (terneros de primera o segunda temporada y vacas de ordeño posparto) Establecer el umbral de huevos por gramo (EPG) para el tratamiento (basado en factores de la granja, como el historial de pastoreo y la densidad de población) y tratar a nivel grupal o individual.
Prueba de trematodo hepático FEC o coproantígeno en otoño y primavera + Tratar con flucidio (no triclabendazol). Implementar medidas de control de caracoles.
Prueba de trematodo de rumia FEC o coproantígeno en otoño y primavera + Tratar con oxiclozanida. Implementar medidas de control de caracoles.
Prueba de anticuerpos séricos para Ostertagia ostertagi + Dependiendo de la época del año, implementar tratamientos estratégicos. ¿Suplemento con pruebas de FEC para detectar una infección activa? Tratar donde la infección esté indicada e implementar un mejor manejo del pastoreo.
Pruebas de anticuerpos séricosDictyocaulusviviparus + Dependiendo de la época del año, implementar la vacunación o tratamientos estratégicos. Puede complementarse con la prueba de Baermann para detectar una infección activa. Tratar donde la infección esté indicada e implementar un mejor manejo del pastoreo.
Pruebas de anticuerpos séricos hematodomatodo en el hígado + Dependiendo de la época del año, implementar tratamientos estratégicos. Puede complementarse con pruebas fecales para detectar una infección activa. Tratar donde esté indicada la infección. Implementar mejores medidas de gestión del pastoreo y control de caracoles.
Resultados del mataderos + para el trematodo hepático Aplicar tratamientos estratégicos y/o pruebas de diagnóstico de rutina en la vivienda y en otros momentos según sea necesario. Implementar mejores medidas de gestión del pastoreo y control de caracoles.
Conclusión

Un programa de control de gusanos debe ser parte integral de todos los planes de salud de rebaños. El diagnóstico es cada vez más importante para ayudar a la toma de decisiones. Las pruebas se pueden explotar para obtener evidencia de infección y los resultados se pueden interpretar en el contexto de los antecedentes de pastoreo, clínicos y de tratamiento. Idealmente, los planes deberían incluir pruebas para evaluar la eficacia antihelmíntica.

Desarrollar un plan sostenible fiable no es sencillo y la situación en la granja puede cambiar con el tiempo. El conocimiento local puede estar respaldado por la información obtenida de las previsiones en línea, como el Servicio Nacional de Información sobre Enfermedades Animales (2018). Esto proporciona información y recomendaciones para el tratamiento basadas en datos meteorológicos.

La adopción de protocolos de control de gusanos más basados en la evidencia requiere una mejor comunicación entre los agricultores y los asesores, por lo que se entiende el conocimiento sobre los valores y limitaciones del protocolo. Debido a la posible complejidad de estos protocolos en comparación con un enfoque de tratamiento regular para todos, es necesario producirse un cambio de mentalidad para permitir la adopción, lo que requiere un diálogo adecuado entre el agricultor y el asesor.

Referencias
  • Bovilis (2018). Gusano de pulmón, www.bovilis.ie/lombriz pulmonar
  • Brockwell YM et al (2013). Cinética comparativa del ELISA serológico y coproantígeno y el recuento de huevos fecales en bovinos infectados experimentalmente con Fasciola hepatica y después del tratamiento con triclabendazol, Vet Parasitol 196(3-4): 417-426.
  • Control de los gusanos de forma sostenible (2017). Productos flucicide para ganado,https://bit.ly/2MkKBLR
  • Easton S et al (2018). Una encuesta de las experiencias de los ganaderos y ovinos del Reino Unido con prescriptores antihelmínticos; ¿se están implementando los principios de mejores prácticas a nivel de granja? Anterior Vet Med 155: 27-37.
  • George MM et al (2017). Utilización de muestras fecales compuestas para la detección de resistencia antihelmíntica en nematodos gastrointestinales de ganado vacuno, Vet Parasitol 240: 24-29.
  • Mazeri S et al (2016). Evaluación del rendimiento de cinco pruebas de diagnóstico para la infección por Fasciola hepatica en bovinos infectados de forma natural utilizando un enfoque bayesiano sin estándar de oro, PLoS One 11(8): e0161621.
  • Mejía ME et al (2011). Comparación de tres métodos para la determinación del diagnóstico de nematodos gastrointestinales en bovinos lecheros de pastoreo en relación con la producción de leche, Vet Parasitol 183(1-2): 174-177.
  • Mezo M et al (2004). Un ELISA de captura ultrasensible para la detección de coproantígenos de Fasciola hepatica en ovejas y bovinos utilizando un nuevo anticuerpo monoclonal (MM3), J Parasitol 90(4): 845-852.
  • Servicio Nacional de Información sobre Enfermedades Animales (2018). Pronóstico del parásito – Agosto, https://bit.ly/1XyWℓcN
  • Palmer DG et al (2014). Evaluación de un ELISA de coproantígeno para detectar la infección por Fasciola hepatica en ovejas, bovinos y caballos, Aust Vet J 92(9): 357-361.
  • Rapsch C et al (2006). Estimando la verdadera prevalencia de Fasciola hepatica en bovinos sacrificados en Suiza en ausencia de una prueba de diagnóstico absoluto, Int J Parasitol 36(10-11): 1.153-1.158.
  • Verschave SH et al (2014). Indicadores no invasivos asociados con la respuesta al rendimiento de leche después del tratamiento antihelmíntico en el parto en vacas lecheras, BMC Vet Res 10: 264.

 

 

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